The nanomachine from the ATPases associated with various cellular activities superfamily, called spastin, severs microtubules during cellular processes. To characterize the functionally important allostery in spastin, we employed methods from evolutionary information, to graph-based networks, to machine learning applied to atomistic molecular dynamics simulations of spastin in its monomeric and the functional hexameric forms, in the presence or absence of ligands. Feature selection, using machine learning approaches, for transitions between spastin states recognizes all the regions that have been proposed as allosteric or functional in the literature. The analysis of the composition of the Markov State Model macrostates in the spastin monomer, and the analysis of the direction of change in the top machine learning features for the transitions, indicate that the monomer favors the binding of ATP, which primes the regions involved in the formation of the inter-protomer interfaces for binding to other protomer(s). Allosteric path analysis of graph networks, built based on the cross-correlations between residues in simulations, shows that perturbations to a hub specific for the pre-hydrolysis hexamer propagate throughout the structure by passing through two obligatory regions: the ATP binding pocket, and pore loop 3, which connects the substrate binding site to the ATP binding site. Our findings support a model where the changes in the terminal protomers due to the binding of ligands play an active role in the force generation in spastin. The secondary structures in spastin, which are found to be highly degenerative within the network paths, are also critical for feature transitions of the classification models, which can guide the design of allosteric effectors to enhance or block allosteric signaling.

1.
A. P.
Kornev
and
S. S.
Taylor
,
Trends Biochem. Sci.
40
,
628
(
2015
).
2.
A.
Cooper
and
D. T. F.
Dryden
,
Eur. Biophys. J.
11
,
103
(
1984
).
3.
P.
Csermely
,
R.
Palotai
, and
R.
Nussinov
,
Trends Biochem. Sci.
35
,
539
(
2010
).
4.
J.
Zhang
,
F. J.
Adrián
,
W.
Jahnke
,
S. W.
Cowan-Jacob
,
A. G.
Li
,
R. E.
Iacob
,
T.
Sim
,
J.
Powers
,
C.
Dierks
,
F.
Sun
,
G.-R.
Guo
,
Q.
Ding
,
B.
Okram
,
Y.
Choi
,
A.
Wojciechowski
,
X.
Deng
,
G.
Liu
,
G.
Fendrich
,
A.
Strauss
,
N.
Vajpai
,
S.
Grzesiek
,
T.
Tuntland
,
Y.
Liu
,
B.
Bursulaya
,
M.
Azam
,
P. W.
Manley
,
J. R.
Engen
,
G. Q.
Daley
,
M.
Warmuth
, and
N. S.
Gray
,
Nature
463
,
501
(
2010
).
5.
M.
Leander
,
Y.
Yuan
,
A.
Meger
,
Q.
Cui
, and
S.
Raman
,
Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.
117
,
25445
(
2020
).
6.
A. J.
Faure
,
J.
Domingo
,
J. M.
Schmiedel
,
C.
Hidalgo-Carcedo
,
G.
Diss
, and
B.
Lehner
,
Nature
604
,
175
(
2022
).
7.
G. M.
Verkhivker
,
S.
Agajanian
,
G.
Hu
, and
P.
Tao
,
Front. Mol. Biosci.
7
,
136
(
2020
).
8.
F.
Morcos
,
A.
Pagnani
,
B.
Lunt
,
A.
Bertolino
,
D.
Marks
,
C.
Sander
,
R.
Zecchina
,
J.
Onuchic
,
T.
Hwa
, and
M.
Weigt
,
Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.
108
,
1293
(
2011
).
9.
D.
Granata
,
L.
Ponzoni
,
C.
Micheletti
, and
V.
Carnevale
,
Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.
114
,
10612
(
2017
).
10.
Q.
Tang
and
K.
Kaneko
,
Phys. Rev. Lett.
127
,
098103
(
2021
).
11.
J.
Zhu
,
J.
Wang
,
W.
Han
, and
D.
Xu
,
Nat. Commun.
13
,
1661
(
2022
).
12.
S. W.
Lockless
and
R.
Ranganathan
,
Science
286
,
295
(
1999
).
13.
G. M.
Süel
,
S. W.
Lockless
,
M. A.
Wall
, and
R.
Ranganathan
,
Nat. Struct. Biol.
10
,
59
(
2003
).
14.
C. L.
McClendon
,
G.
Friedland
,
D. L.
Mobley
,
H.
Amirkhani
, and
M. P.
Jacobson
,
J. Chem. Theory Comput.
5
,
2486
(
2009
).
15.
R. I.
Dima
and
D.
Thirumalai
,
Protein Sci.
15
,
258
(
2006
).
16.
N. V.
Dokholyan
,
Chem. Rev.
116
,
6463
(
2016
).
17.
G.
Stetz
and
G. M.
Verkhivker
,
PLoS Comput. Biol.
13
,
1
(
2017
).
18.
M. T.
Posgai
,
S.
Tonddast-Navaei
,
M.
Jayasinghe
,
G. M.
Ibrahim
,
G.
Stan
, and
A. B.
Herr
,
Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.
115
,
E8882
(
2018
).
19.
A.
Macke
,
M. S.
Kelly
,
R. A.
Varikoti
,
S.
Mullen
,
D.
Groves
,
C.
Forbes
, and
R. I.
Dima
,
J. Phys. Chem. B
126
,
10569
(
2022
).
20.
O.
Lange
and
H.
Grubmuller
,
Proteins
4
,
1053
1061
(
2006
).
21.
M. J.
Bradley
,
P. T.
Chivers
, and
N. A.
Baker
,
J. Mol. Biol.
378
,
1155
(
2008
).
22.
A. R.
Atilgan
,
P.
Akan
, and
C.
Baysal
,
Biophys. J.
86
,
85
(
2004
).
23.
L.
Astl
and
G. M.
Verkhivker
,
J. Chem. Theory Comput.
15
,
3362
(
2019
).
24.
G. M.
Verkhivker
,
J. Phys. Chem. B
126
,
5421
(
2022
).
25.
G.
Palermo
,
C. G.
Ricci
,
A.
Fernando
,
R.
Basak
,
M.
Jinek
,
I.
Rivalta
,
V. S.
Batista
, and
J. A.
McCammon
,
J. Am. Chem. Soc.
139
,
16028
(
2017
).
26.
J.
Wang
,
A.
Jain
,
L. R.
McDonald
,
C.
Gambogi
,
A. L.
Lee
, and
N. V.
Dokholyan
,
Nat. Commun.
11
,
3862
(
2020
).
27.
Y.
Yuan
,
J.
Deng
, and
Q.
Cui
,
J. Am. Chem. Soc.
144
,
10870
(
2022
).
28.
H. S.
Hayatshahi
,
E.
Ahuactzin
,
P.
Tao
,
S.
Wang
, and
J.
Liu
,
J. Chem. Inf. Model.
59
,
4691
(
2019
).
29.
H.
Zhou
,
Z.
Dong
,
G.
Verkhivker
,
B. D.
Zoltowski
, and
P.
Tao
,
PLoS Comput. Biol.
15
,
1
(
2019
).
30.
F. J.
McNally
and
A.
Roll-Mecak
,
J. Cell Biol.
217
,
4057
(
2018
).
31.
V.
Barsegov
,
J. L.
Ross
, and
R. I.
Dima
,
J. Phys.: Condens. Matter
29
,
433003
(
2017
).
32.
H.
Han
,
H. L.
Schubert
,
J.
McCullough
,
N.
Monroe
,
M. D.
Purdy
,
M.
Yeager
,
W. I.
Sundquist
, and
C. P.
Hill
,
J. Biol. Chem.
295
,
P435
(
2020
).
33.
A. J.
Enright
,
I.
Iliopoulos
,
N. C.
Kyrpides
, and
C. A.
Ouzounis
,
Nature
402
,
86
(
1999
).
34.
T.
Paysan-Lafosse
,
M.
Blum
,
S.
Chuguransky
,
T.
Grego
,
B. L.
Pinto
,
G. A.
Salazar
,
M. L.
Bileschi
,
P.
Bork
,
A.
Bridge
,
L.
Colwell
,
J.
Gough
,
D. H.
Haft
,
I.
Letunić
,
A.
Marchler-Bauer
,
H.
Mi
,
D. A.
Natale
,
C. A.
Orengo
,
A. P.
Pandurangan
,
C.
Rivoire
,
C. J. A.
Sigrist
,
I.
Sillitoe
,
N.
Thanki
,
P. D.
Thomas
,
S. C. E.
Tosatto
,
C. H.
Wu
, and
A.
Bateman
,
Nucleic Acids Res.
51
,
D418
(
2022
).
35.
N. A.
Lynn
,
E.
Martinez
,
H.
Nguyen
, and
J. Z.
Torres
,
Front. Cell Dev. Biol.
9
,
692040
(
2021
).
36.
S. N.
Gates
and
A.
Martin
,
Protein Sci.
29
,
407
(
2019
).
37.
Y.-W.
Kuo
,
O.
Trottier
,
M.
Mahamdeh
, and
J.
Howard
,
Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.
116
,
5533
(
2019
).
38.
C. R.
Sandate
,
A.
Szyk
,
E. A.
Zehr
,
G. C.
Lander
, and
A.
Roll-Mecak
,
Nat. Struct. Mol. Biol.
26
,
671
(
2019
).
39.
A.
Roll-Mecak
and
R. D.
Vale
,
Curr. Biol.
15
,
650
(
2005
).
40.
A.
Roll-Mecak
and
R. D.
Vale
,
Nature
451
,
363
(
2008
).
41.
F.
Sievers
,
A.
Wilm
,
D.
Dineen
,
T. J.
Gibson
,
K.
Karplus
,
W.
Li
,
R.
Lopez
,
H.
McWilliam
,
M.
Remmert
,
J.
Soding
,
J. D.
Thompson
, and
D. G.
Higgins
,
Mol. Syst. Biol.
7
,
539
(
2011
).
42.
M.
Damre
,
A.
Dayananda
,
R. A.
Varikoti
,
G.
Stan
, and
R. I.
Dima
,
Biophys. J.
120
,
3437
(
2021
).
43.
L.
Pauling
,
R. B.
Corey
, and
H. R.
Branson
,
Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.
37
,
205
(
1951
).
44.
L.
Pauling
and
R. B.
Corey
,
Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.
39
,
253
(
1953
).
45.
A.
Mardt
,
L.
Pasquali
, and
F.
Noe
,
Nat. Commun.
9
,
4443
(
2018
).
46.
T.
Löhr
,
K.
Kohlhoff
,
G. T.
Heller
,
C.
Camilloni
, and
M.
Vendruscolo
,
Nat. Comput. Sci
1
,
71
(
2021
).
47.
F. L.
Simonetti
,
E.
Teppa
,
A.
Chernomoretz
,
M.
Nielsen
, and
C. M.
Buslje
,
Nucleic Acids Res.
41
,
W8
(
2011
).
48.
S. D.
Dunn
,
L. M.
Wahl
, and
G. B.
Gloor
,
Bioinformatics
24
,
333
(
2008
).
49.
C. M.
Buslje
,
J.
Santos
,
J. M.
Delfino
, and
M.
Nielsen
,
Bioinformatics
25
,
1125
(
2009
).
50.
D.
Aguilar
,
B.
Oliva
, and
C.
Marino Buslje
,
PLoS One
7
,
e41430
(
2012
).
51.
C. M.
Buslje
,
E.
Teppa
,
T. D.
Domenico
,
J. M.
Delfino
, and
M.
Nielsen
,
PLoS Comput. Biol.
6
,
e1000978
(
2010
).
52.
E.
Teppa
,
A. D.
Wilkins
,
M.
Nielsen
, and
C. M.
Buslje
,
BMC Bioinform.
13
,
235
(
2012
).
53.
A.
Hagberg
,
S.
Pieter
, and
D. S.
Chult
, in
Proceedings of the 7th Python in Science Conference
(
SciPy
,
2008
), p.
11
.
54.
K. V.
Brinda
and
S.
Vishveshwara
,
Biophys. J.
89
,
4159
(
2005
).
55.
A. T.
Van Wart
,
J.
Durrant
,
L.
Votapka
, and
R. E.
Amaro
,
J. Chem. Theory Comput.
10
,
511
(
2014
).
56.
Q.
Cui
,
J.
Deng
, and
Y.
Yuan
,
J. Am. Chem. Soc.
144
,
10870
(
2022
).
57.
W.
Humphrey
,
A.
Dalke
, and
K.
Schulten
,
J. Mol. Graph.
14
,
33
(
1996
).
58.
A.
Tse
and
G. M.
Verkhivker
,
PLoS One
10
,
e0130203
(
2015
).
59.
T.
Dodd
,
X.-Q.
Yao
,
D.
Hamelberg
, and
I.
Ivanov
,
Mol. Phys.
119
,
19
(
2021
).
60.
C.
Li
,
J.
Liman
,
Y.
Eliaz
, and
M. S.
Cheung
,
J. Phys. Chem. B
125
,
11591
(
2021
).
61.
J. Y.
Yen
,
Manage. Sci.
17
,
712
(
1971
).
62.
D.
Van Der Spoel
,
E.
Lindahl
,
B.
Hess
,
G.
Groenhof
,
A. E.
Mark
, and
H. J. C.
Berendsen
,
J. Comput. Chem.
26
,
1701
(
2005
).
63.
E.
Kliuchnikov
,
E.
Klyshko
,
M. S.
Kelly
,
A.
Zhmurov
,
R. I.
Dima
,
K. A.
Marx
, and
V.
Barsegov
,
CSBJ
20
,
953
(
2022
).
64.
P.
Zhutovsky
, Probatus,
2020
. https://https://github.Com/ing-Bank/probatus/.
65.
K. M.
Thayer
,
B.
Lakhani
, and
D. L.
Beveridge
,
J. Phys. Chem. B
121
,
5509
(
2017
).
66.
R. A.
Varikoti
,
H. Y. Y.
Fonseka
,
M. S.
Kelly
,
A.
Javidi
,
M.
Damre
,
S.
Mullen
,
J. L. I.
Nugent
,
C. M.
Gonzales
,
G.
Stan
, and
R. I.
Dima
,
Nanomaterials
12
,
1849
(
2022
).
67.
S.
Chakrabarti
and
A. R.
Panchenko
,
Proteins: Struct., Funct., Bioinf.
75
,
231
(
2009
).
68.
S.
Chakrabarti
and
A. R.
Panchenko
,
PLoS One
5
,
e8591
(
2010
).
69.
A. N.
Rizo
,
J.
Lin
,
S. N.
Gates
,
E.
Tse
,
S. M.
Bart
,
L. M.
Castellano
,
F.
DiMaio
,
J.
Shorter
, and
D. R.
Southworth
,
Nat. Commun.
10
,
2393
(
2019
).

Supplementary Material

You do not currently have access to this content.